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增殖相关核抗原 Ki-67(又称 Ki67 或 MKI67)的表达是细胞增殖的标志物,仅在分裂细胞中可检测到。Ki-67 是一种非组蛋白,属于核基质相关增殖抗原,存在于整个细胞周期中,但不存在于静息期细胞(G0 期)。它在常规病理学中被广泛用作增殖标志物,用于检测人类肿瘤中的细胞增殖分数。增殖细胞核内的 Ki-67 蛋白会在细胞裂解后释放,裂解液中提取的 Ki-67 蛋白可通过本 Ki-67 HTRF 试剂盒进行定量。该 Ki-67 定量实验可替代 BrdU 或 EdU 掺入实验,后两者是通过外源性增殖标志物掺入分裂细胞新合成 DNA 来检测增殖的方法。Ki-67 的应用范围与增殖细胞核抗原(PCNA)类似。
Ki-67 定量试剂盒基于双抗夹心形式,涉及两种特异性抗体,分别标记穴状化合物(供体)和 d2(受体)。增殖细胞核内的 Ki-67 蛋白经提取后,会与抗 Ki-67 铕穴状化合物单克隆抗体和抗 Ki-67 d2 偶联单克隆抗体结合。当两种染料近距离接触时,用光源(激光或闪光灯)激发供体,会触发向受体的荧光共振能量转移(FRET),受体进而在特定波长(665 纳米)下发出荧光。特异性信号随 Ki-67 浓度的增加而正向变化。(图示:assay-principle-human-ki-67-64ki67peg-64ki67peh,Ki-67 检测原理相关图示)
检测采用 384 孔小体积白色板或 Cisbio 低体积 96 孔板(最终反应体积 20 微升),操作流程如下:向板中直接加入 4 微升样本(裂解液)+12 微升裂解缓冲液,或 16 微升标准品,随后使用 HTRF 试剂进行检测。标记 HTRF 供体和受体的抗体可预先混合,通过单次加样步骤加入,进一步简化检测流程。通过按比例调整各试剂的添加体积,检测可在 96 孔至 384 孔板中进行。(图示:assay-protocol-human-ki-67-64ki67peg-64ki67peh,Ki-67 检测方案相关图示)
(图示:assay-validation-ki67-4,Ki-67 检测验证相关图示)
采用血清饥饿再喂养实验,利用人肺癌组织来源的上皮 A549 细胞系模拟细胞周期。首先,使用不含 FCS 的 Ham's F-12 培养基(添加 0.5% 培养级牛血清白蛋白)孵育 A549 细胞 72 小时以实现同步化(每孔 6×10⁴或 1.2×10⁵个细胞,100 微升培养基)。随后,6 孔细胞更换为完全培养基(含 10% FCS),另外 6 孔作为饥饿对照组。在第一块微孔板中,移除培养基,用 50 微升 1X 裂解缓冲液裂解细胞,取 4 微升裂解液转移至 384 孔白色微孔板,加入 12 微升 1X 裂解缓冲液,按照 Ki-67 HTRF 试剂盒流程进行检测。在第二块微孔板中平行进行相同实验,使用商用 BrdU 酶联免疫吸附测定试剂盒进行 BrdU 掺入实验对比。简要步骤:孵育 2 小时后加入 BrdU(每孔 10 微升),移除培养基,固定细胞并封闭(1% 牛血清白蛋白孵育 30 分钟),加入抗 BrdU 过氧化物酶偶联物(室温孵育 90 分钟),随后进行洗涤和显色步骤。结果显示:与饥饿对照组相比,经 FCS 刺激的细胞裂解液中 Ki-67 表达升高;同时,FCS 刺激组的 BrdU 掺入量也增加,Ki-67 表达与 BrdU 掺入实验结果具有相关性。值得注意的是,Ki-67 HTRF 实验的检测窗口比 BrdU 实验更大。(图示:assay-validation-ki67-1、assay-validation-ki67-2,血清饥饿再喂养实验相关图示)
通过两次独立实验验证:将 A549 细胞接种到两个 T175 培养瓶的 Ham's F-12 完全培养基(含 10% FCS)中,采用两种接种浓度分别获得汇合细胞和非汇合细胞。用磷酸盐缓冲液(PBS)洗涤贴壁细胞,加入 5 毫升细胞解离缓冲液解离,用橡胶刮棒刮取细胞,转移至三个 1.5 毫升微量离心管中(每管 1×10⁶个细胞,作为技术重复)。离心(5 分钟,400 相对离心力)后,用 500 微升 4 号裂解缓冲液裂解细胞沉淀(室温涡旋 30 分钟)。裂解液用 1X 裂解缓冲液稀释 20 倍,取 16 微升稀释后的裂解液(设置三个复孔)转移至 384 孔小体积白色微孔板,进行 Ki-67 HTRF 检测。结果显示:非汇合 A549 细胞的 Ki-67 表达明显高于汇合细胞。(图示:assay-validation-ki67-3,汇合与非汇合细胞实验相关图示)