总 c-Src 细胞检测可监测总 c-Src 的水平,且可作为磷酸化 c-Src 试剂盒的归一化检测方法。该蛋白属于 Src 激酶家族,与其他 10 个家族成员具有高度的序列同源性。它是一种膜相关的非受体酪氨酸激酶,其 Tyr419 位点的自磷酸化标志着该激酶的完全激活。在许多人类癌症中,c-Src 激酶存在过表达和高度激活的现象,这使其成为癌症治疗中一个极具潜力的靶点。
总 c-Src 检测用于定量细胞裂解物中 c-Src 的表达水平。与蛋白质印迹法(Western Blot)不同,该检测是完全基于微孔板的,无需凝胶、电泳或转膜步骤。总 c-Src 检测使用两种标记抗体:一种偶联供体荧光团,另一种偶联受体荧光团。两种抗体都对该蛋白上的特定表位具有高度特异性。当细胞提取物中存在 c-Src 时,加入这些偶联物会使供体荧光团与受体荧光团接近,从而产生 FRET 信号。信号强度与样品中蛋白质的浓度直接成正比,且该检测采用免洗形式,为评估蛋白质表达提供了便利手段。
双板方案的流程为:先在 96 孔板中培养细胞,裂解后将裂解物转移至 384 孔低体积检测板,再加入总 c-Src HTRF 检测试剂。该方案能够监测细胞的活力和汇合度。
使用 HTRF 试剂检测总 c-Src 可在单个培养板中完成,该培养板同时用于细胞培养、刺激和裂解,且无需洗涤步骤。这种为高通量筛选(HTS)设计的方案可实现实验微型化,同时保持稳定的 HTRF 检测质量。
将人 HEK293 胚胎肾细胞接种并培养 24 小时,然后用 c-Src siRNA 或阴性对照 siRNA 转染细胞,接着用不同浓度的 H₂O₂处理细胞,之后移除培养基并进行裂解。将裂解物转移至 384 孔低体积白色微孔板中,并加入试剂盒试剂。与转染阴性对照 siRNA 的细胞相比,用 c-Src siRNA 处理的细胞其 HTRF 信号大幅降低(约 75%),这表明该试剂盒对 c-Src 具有特异性,且不会与其他 Src 家族成员发生交叉反应。
将人 A431 癌细胞接种到 T175 培养瓶中,培养至汇合度达到 80%。细胞裂解后,通过离心收集可溶性上清液,在补充的裂解缓冲液中进行系列稀释,然后转移至 384 孔低体积白色微孔板,最后加入 HTRF 总检测试剂。使用等量的裂解物对蛋白质印迹法和 HTRF 进行平行比较,结果显示 HTRF 总 c-Src 检测的灵敏度是蛋白质印迹法的 8 倍。
将 HEK293 细胞以每孔 100,000 个细胞的密度接种到 96 孔板中,在 37°C、5% CO₂条件下孵育 24 小时。用不同浓度的博舒替尼处理细胞 30 分钟,然后用 20 mM H₂O₂刺激 10 分钟,之后移除培养基,用 50 µL 补充的 3 号裂解缓冲液在室温下轻轻振荡裂解细胞 30 分钟。将 16 µL 裂解物转移至 384 孔低体积白色微孔板中,并加入 4 µL HTRF 磷酸化或总 c-Src 检测试剂。孵育 4 小时后记录 HTRF 信号。
将 A431 细胞以每孔 100,000 个细胞的密度接种到 96 孔板中,在 37°C、5% CO₂条件下孵育 24 小时。用不同浓度的 H₂O₂处理细胞 10 分钟,之后移除培养基,用 50 µL 补充的 3 号裂解缓冲液在室温下轻轻振荡裂解细胞 30 分钟。将 16 µL 裂解物转移至 384 孔低体积白色微孔板中,并加入 4 µL HTRF 磷酸化或总 c-Src 检测试剂。孵育 4 小时后记录 HTRF 信号。
在经培养处理的 96 孔板中接种人 HepG2 肝癌细胞、人 HeLa 宫颈癌细胞和人 MCF-7 乳腺癌细胞。孵育后,用 50 µL 补充的 3 号裂解缓冲液在室温下轻轻振荡裂解细胞 30 分钟。将 16 µL 裂解物转移至 384 孔低体积白色微孔板中,并加入 4 µL HTRF 磷酸化或总 c-Src 检测试剂。孵育 4 小时后记录 HTRF 信号。
c-Src 是一种膜相关的非受体蛋白酪氨酸激酶,在所有细胞类型中均有表达。当 Tyr530 位点被磷酸化时,该激酶处于失活状态。Tyr530 位点去磷酸化后,Tyr419 位点发生自磷酸化,这是其完全激活的标志。c-Src 主要由受体酪氨酸激酶(RTKs)、整合素和活性氧(ROS)激活,是一种关键的信号中介分子,可调控众多通路,如 AKT、MAPKs、STATs 和 NF-κB 等。它参与调节细胞增殖、分化、存活、形态、黏附和迁移等过程。因此,对 Src 活性的精确调控对正常细胞生长至关重要。这种源于原癌基因的蛋白在许多人类癌症(如乳腺癌、结肠癌和胰腺癌)中存在过表达和高度激活的情况,使其成为癌症治疗的一个极具潜力的靶点。